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貨號：YJ2218                                                  規格：50管/24樣

Na⁺ K⁺-ATP 酶活性測定說明書

可見分光光度法

正式測定前務必取 2-3個預期差異較大的樣本做預測定

測定意義：

Na⁺ K⁺- ATP 酶廣泛分布于植物、動物、微生物和細胞中，可催化ATP水解生成 ADP和無機磷。

測定原理：

Na⁺ K⁺-ATP 酶分解ATP生成ADP及無機磷，通過測定無機磷的量來確定 ATP 酶活性。

需自備的儀器和用品:

可見分光光度計、水浴鍋、臺式離心機、可調式移液器、1mL玻璃比色皿、研缽、冰和蒸

餾水。

試劑的組成和配制：

提取液：液體 50mL×1 瓶，4℃保存。

試劑一：液體 10mL×1 瓶，4℃保存。

試劑二：液體 5mL×1 瓶，4℃保存。

試劑三：液體 5ml×1 瓶，4℃保存。

試劑四：粉劑×3支，-20℃保存。用時每支加1mL蒸餾水，現用現配。用不完的試劑-20℃

可保存一周。

試劑五：液體 5mL×1 瓶，4℃保存。

試劑六：粉劑×1 瓶，4℃保存。用時加入 3mL 蒸餾水， 4℃保存。

試劑七：粉劑×1 瓶, 4℃保存。用時加入 25mL 蒸餾水，溶解后 4℃保存一周。

試劑八：粉劑×1 瓶, 4℃保存。用時加入 25mL 蒸餾水，溶解后 4℃保存一周。

試劑九：液體 25mL×1 瓶，室溫保存。

試劑十：10mmol/L 標準磷貯備液 10mL×1 瓶，4℃保存。

0.5μmol/mL標準磷應用液配制：將貯備液20倍稀釋，即取0.1mL試劑十加1.9mL蒸餾水

         充分混勻。

定磷劑的配制：按 H₂O: 試劑七:試劑八:試劑九=2:1:1:1 的比例配制，配好的定磷劑應為淺黃色。若無色則試劑失效，若是藍色則為磷污染，定磷劑現用現配。

樣品酶液的制備：

1、細菌、細胞或組織樣品的制備：

細菌或培養細胞：先收集細菌或細胞到離心管內，離心后棄上清；按照細菌或細胞數量（10⁴ 個）：提取液體積（mL）為 500~1000：1 的比例（建議 500 萬細菌或細胞加入 1mL 提取液），超聲波破碎細菌或細胞（冰浴，功率 20％或 200W，超聲 3s，間隔 10s，重復 30 次）；8000g 4℃離心 10min，取上清，置冰上待測。

組織：按照組織質量（g）：提取液體積(mL)為 1：5~10 的比例（建議稱取約 0.1g 組織，加入 1mL 提取液），進行冰浴勻漿。8000g 4℃離心 10min，取上清，置冰上待測。

2、血清（漿）樣品：直接檢測。

操作步驟

1、分光光度計預熱 30min以上，調節波長至660nm，蒸餾水調零。

2、酶促反應（在 EP 管中加入下列試劑）

混勻，8000g，25℃離心 10min，取上清液

3 定磷(在 1.5mLEP 管中依次加入下列試劑)

混勻，室溫放置 30 min，在 660nm 處比色。

注意：

1、由于每一個樣都必須做對照，本試劑盒50管保證測24份 Na⁺ K⁺ -ATP 酶。

2、此法具有微量、靈敏、快速的特點。所以對測定所用試管要求嚴格無磷。

3、空白管和標準管只要做一管。

計算

1、血清（漿）Na⁺ K⁺-ATPase 活力的計算:

定義：每小時每毫升血清（漿）中 Na⁺ K⁺-ATP 酶分解ATP產生1μmol無機磷的量為一個酶活力單位。

Na⁺ K⁺-ATP酶活力（μmol/h/mL）=[C標準管×V總]×（A測定管-A對照管）÷（A標準管-A

空白管）÷V 樣÷T=7.5×（A 測定管-A 對照管）÷（A 標準管-A 空白管）

2、組織、細菌或細胞中 Na⁺ K⁺-ATPase 活力的計算：

（1）按蛋白濃度計算：

定義：每小時每毫克組織蛋白中 Na⁺ K⁺-ATP酶分解ATP產生1μmol無機磷的量為一個酶活力單位。

Na⁺ K⁺-ATP酶活力(μmol/h /mg)= [C標準管×V總]×（A測定管-A對照管）÷（A標準管-A 空白管）÷（Cpr×V 樣）÷T =7.5×（A 測定管-A 對照管）÷（A 標準管-A 空白管）÷Cpr

（2）按樣本鮮重計算：

定義：每小時每克組織中Na⁺ K⁺ -ATP 酶分解ATP產生1μmol無機磷的量為一個酶活力單位。

Na⁺ K⁺-ATP 酶活力(μmol/h/g)= [C標準管×V總]×（A測定管-A 對照管）÷（A標準管-A 空白管）÷(W× V 樣÷V 樣總)÷T=7.5×（A 測定管-A 對照管）÷（A 標準管-A 空白管）÷W

（3）按細菌或細胞密度計算：

定義：每小時每1萬個細菌或細胞中 Na⁺ K⁺-ATP 酶分解ATP產生1μmol無機磷的量為一個酶活力單位。

Na⁺ K⁺-ATP 酶活力(μmol/h /10⁴)= [C標準管×V總]×（A測定管-A對照管）÷（A標準管-A空白管）÷(500×V樣÷V樣總)÷T=0.015×（A測定管-A對照管）÷（A標準管-A空白管）

C 標準管：標準管濃度，0.5μmol/mL；V 總：酶促反應總體積，0.5mL；V 樣：加入樣本體

積，0.2mL ；V 樣總：加入提取液體積，1mL；T：反應時間，1/6 小時；Cpr：樣本蛋白質

濃度，mg/mL；W：樣本鮮重，g；500：細菌或細胞總數，500 萬。

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